[整理] 不可做為安樂死之方式與物質

在"實驗動物照護及使用指南" 第八板中
要求動物安樂死應符合AVMA 2007年或更新版本的指導原則

偏離該原則的任何措施需以科學或醫學理由加以說明

AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals: 2013 已更新

但是農委會並沒有隨之更新...以下整理新版與農委會之資料如下

紅色字為AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals:2013版本新增

淺綠色斜體字為農委會版本獨有AVMA新版已消失的內容

黑色字則為兩個版本維持不變的內容

不可做為安樂死之主要方式的物質與方法 Some angets and method that are unacceptable as primary method of euthanasia
方  法	說                        明
空氣注射 Air embolism	此法導致動物痙攣、角弓反張和哀叫，只能在麻醉下的動物使用。
打爛頭部* Blow to the head	不宜使用
燒死 Buring	化學式或加熱燒死，不宜使用。
水合氯醛☆ Chloral hydrate	所有動物不得使用、不限於狗、貓以及小型哺乳類。
氯仿 Chloroform	具有肝毒性且可能有致癌性，有害於人
氰化物 Cyanide	極有害於人類健康
減壓法 Decompression	(1) 導致動物痛苦、垂死時間拉長 (2) 年幼動物耐缺氧狀態，因此需較長時間才能達呼吸停止 (3) 偶發動物甦醒的意外狀況 (4) 會導致動物出血、嘔吐、痙攣、排尿或排便等現象
乙醚☆ Diethyl ether	乙醚具有刺激性、易燃性與爆炸性物質。若用於動物安樂死時、動物屍體裝袋冷藏冷凍沒有儲存於防爆冰箱中或是屍體焚化時均有燃燒爆炸的危險。
溺斃 Drowning	溺斃不是安樂死的方法，亦不人道
放血(採血)致死 Exsanguination	大量失血導致動物焦慮及暴躁，放血(採血)致死僅適用於動物已失去意識時。
福馬林 Formaldehyde	直接將動物浸泡於福馬林，是不人道的方法，除了多孔動物(海綿動物)例外。
家庭用產品或溶劑 Household products and solvents	丙酮類(如去光水),清潔用品 四級元素(如CCl4 )、瀉劑、丁香油、四級胺類產品、胃藥、或其他任何非設計給治療或安樂死用之毒物，皆不得使用
低溫致死 Hypothermia	此法不適合用於動物安樂死
硫酸鎂,氯化鉀和神經肌肉阻斷劑☆ Magnesium sulfate, potassium chloride, and neuromuscular blocking agents	不被接受用於清醒脊椎動物，非安樂死物質，
神經肌肉阻斷劑 (如尼古丁、硫酸鎂、氯化鉀、以及其他類南美箭毒製劑) Neuromuscular blocking agents(nicotime, magnesium sulfate, potassium chloride, and all curariform agents)	此類藥物單獨使用時，皆造成動物呼吸抑制(暫停)後才失去意識，因此動物在無法動彈後亦遭受一段時間的痛苦和壓迫。
快速冷凍 Raoud freezing	單獨快速冷凍此法不人道，除了爬蟲類與兩棲類及五日齡以下的嚙齒類；其他動物都應確認死亡或昏迷才能冷凍。(魚類快速降溫不視為快速冷凍)
窒息(悶死)☆ Smothering	將小雞或幼禽裝在袋或容器中窒息不能接受
馬錢子素(番木虌鹼) Strychnine	此藥劑造成動物的劇烈痙攣和痛苦的肌肉抽續
打暈* Stunning	不宜使用
Tricaine(MS222)*	methane sulfonate (TMS, MS 222)，食用動物勿用此藥劑
手動對頭部鈍擊造成創傷☆ manually applied blunt force trauma to the head	一般不接受此種動物安樂死法，除了仔豬與小型實驗動物，儘可能使用其他方式取代。
非穿透型撞擊致昏器☆ Nonpenetrating captive bolt	不能接受的方式，除非是為了特殊目地設計的氣動型非穿透式撞擊致昏器，特別用於離乳小豬、新生反芻獸或火雞。
胸椎壓迫☆ Thoracic compression	不接受使用於清醒動物
參考資料	1.      農委會公布之「脊椎動物適用及禁用之麻醉及安樂死方法」:脊椎動物禁止使用之死亡方法 (* 在農委會版本內容出現) 2.      AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals: 2013 Edition Appendix 3 Some agents and methods that are unacceptable as primary methods of euthanasia ( ☆ AVMA Guidelines 2013 新增加的內容)

[翻譯] 小型嚙齒類二氧化碳安樂死方式說明

小型實驗與野外捕捉之嚙齒類使用二氧化碳安樂死方式說明

(含小鼠、大鼠、倉鼠、天竺鼠、沙鼠、豎毛鼠、棉花鼠)

(請注意! 使用二氧化碳安樂死實驗動物雖被廣泛使用, 但仍為有爭議的項目, 須符合特定操作條件。)

 以下內容翻譯整理自 AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals 2013 p.49

(綠色僅為個人筆記附註)

二氧化碳搭配或不搭配術前吸入性麻醉劑，是美國獸醫協會（American Veterinary Medical Association，AVMA）用於小型囓齒類安樂死的方式，可接受但必須滿足以下條件：

• 必須使用商用的高壓桶裝二氧化碳、氣槽做為二氧化碳來源。
• 必須使用合適的減壓調節與流量計，以便精確地調節氣體流入安樂死箱中。
• 使用二氧化碳安樂死時，二氧化碳最佳流速應為每分鐘置換安樂死箱10 %~30 %之體積(cage volume / min)。(2020AVMA已改為30%~70%)
• 不可預先灌注二氧化碳，不可將動物直接放入 100 %二氧化碳中。(此處和舊版本不同)
• 不建議在二氧化碳中添加氧氣。
• 如果安樂死不能在原飼養籠內進行，安樂死箱在每次使用前應排空並清潔。(二氧化碳會在箱子底部，濃度過高時動物可能會驚覺甚至跳起。)
• 務必要確認動物死亡。

二氧化碳氣流(CO2 flow)在動物停止呼吸後應維持至少1分鐘。

動物死亡需經由理學檢查再確認；

(附註:可按壓動物眼睛看有無眨眼，再用食指與拇指按壓動物胸部確認有無心跳。)

或可配合使用物理性輔助安樂死方式來確保動物死亡；

(附註:如頸椎脫離、放血或剪開胸腔)

或可藉由設置安樂死箱與操作程序來校準。

若動物沒有死亡，二氧化碳麻醉必須搭配另一種安樂死法。

(附註:重新執行二氧化碳犧牲至少五分鐘)

目前認為二氧化碳添加氧氣一起給予沒有優點，將會延長死亡的時間，可能使知覺的判斷複雜化。

(附註:新生幼畜吸入儘量以氣體麻醉劑為佳，可先麻醉動物至對痛覺無反應之後再其他輔助方式；大小鼠仔畜(0-21日齡)單獨使用二氧化碳最後達到100%，依照日齡不同可能要等待5-60分鐘不定，離乳前仔鼠須觀察15分鐘以上確定完全無生命跡象，才能將屍體裝袋置入冰櫃。)

[翻譯]臉頰採血 Submandibular Blood Collection

臉頰採血 Submandibular Blood Collection 是小鼠常被推薦的採血法。
以下黑色字體為原文內容 , 綠色為個人註記。


小鼠在下顎的背側有小血管束，那裡是眶靜脈，頜下靜脈等面部血管匯合處。藉由針刺此部位，期以最小的疼痛或痛苦來獲得血液。 ( 某些書上建議 20g以上小鼠適用)

血量最多可到 75μl
(簡單確認法: 活體單次採血之最大量(mL) 約為總血量8%或體重0.5-1%；粗估連續每日採血量為體重之0.05%。)



需要器材：
柳葉刀(lancet) 或是25G 針頭
採血管 (e.g., Microtainer® tube)
紗布

柳葉刀 Lancet
http://www.medipoint.com/html/for_use_on_mice.html
小鼠如果只需要1-2滴只要 3mm point 2 to 8 周齡 - 4mm point 
2 to 6 月齡 - 5mm point 大於6個月 - 5.5mm point 

柳葉刀有不同 size 建議選用較小的 Size，筆者曾用5mm刺23g 8周齡小鼠，快速噴出血滴約250ul血量接近重度失血手忙腳亂。改用4mm 後順利許多。

步驟

1. 用單手保定小鼠 
2. 穿刺點在下顎的後側。稍微延著下頜鉸鏈關節與耳。避開顎骨，針刺於上下頜骨交會處。 
3. 穿刺應以足夠的力量來快速插入採血刀片到刀柄。趕快拿採血管收集血液，血可能迅速流出但維持短暫的時間。 
4. 採樣後，以紗布在該處施加輕柔地壓力止血。 
5. 將動物放回籠子。 
6. 觀察動物是否流血或有任何疼痛與痛苦的症狀。

翻譯來源
Submandibular Blood Collection – Mouse SOP #PRO-008
UNIVERSITY OF DELAWARE OFFICE OF LABORATORY ANIMAL MEDICINE
https://www.udel.edu/research/pdf/Submandibular-Blood-Collection.pdf


確認針刺的位置

圖片來源
Sub-mandibular Blood Collection in Mice (preferred technique)
University of California San Francisco IACUC Guidelines and Standard Procedures
http://iacuc.ucsf.edu/Policies/SubMandibularBloodCollectionMice.doc

[翻譯]心臟採血 (實驗結束，需麻醉)

Cardiac Puncture Blood Collection (Terminal Procedure)

需要器材：

Ø   小鼠: 23-25 G針頭與 1-3 ml 針筒

Ø   大鼠: 20-25 G針頭與10-20m 針筒

Ø   麻醉器材

操作方式：

1       麻醉動物!( 必須是手術等級的深度麻醉！)

2       測試動物的角膜反射與腳趾疼痛反射。

3       血液採集可由腹側、左側或剪開動物體腔以下三種方式收集

4       腹側法（封閉法）

4.1      將動物背側躺（背斜臥）

4.2      觸診心臟

4.3      從胸骨下方朝向動物的頭，輕輕地插入針頭。

4.4      針頭和注射器應與水平保持20-30度。

4.5      插入心臟

5       左側法（封閉法）

5.1      讓動物右側躺（右側臥）

5.2      從左側胸壁觸診心臟（大約在肘部彎曲處，第5和第6肋間）

5.3      緩慢入針（垂直身體刺入肋間）進入心臟

6       打開法

6.1      將動物背斜臥

6.2      用70％的酒精將腹部皮膚濕潤

6.3      V字形切開皮膚與腹壁~距離最後一根肋骨1cm

6.4      移動內臟到旁邊

6.5      插入針頭穿過隔膜進入腔靜脈或心臟。

7       和緩地給予注射器活塞負壓。當負壓太大時，心臟可能會塌陷。

8       絕對不要將針橫向從一側移動到另一側，因為這可能會撕裂心臟或腔靜脈！

9       如果沒有看到血，慢慢地拔出針頭，讓針仍在皮膚下或隔膜然後微微地改變方向。

10     如果血液停止流動，緩慢地旋轉針頭或稍微往前或往後拉出。

11     血液收集後退出針頭。

12     執行安樂死的輔助方法(如頸椎脫離或是減開胸腔造成氣胸)，使動物確實死亡。

放血預期的血量（體重〜3％）：

Ø   25克小鼠：〜0.75毫升

Ø   300大鼠：〜9.0毫升

翻譯來源

UNIVERSITY OF DELAWARE  

OFFICE OF LABORATORY ANIMAL MEDICINE

Cardiac Puncture Blood Collection (Terminal Procedure) SOP #PRO-002

https://www.udel.edu/research/pdf/Cardiac-Puncture-Blood-Collection-Terminal.pdf

[問答] 小鼠需要止血嗎?

Q. 小鼠基因分型剪尾造成的傷口需要止血嗎? 或是需要電燒止血嗎?

A.
若發現動物身上或房舍內有血跡都需要立即注意，應適當的止血避免繼續失血。

小傷口或基因分型(Genotyping)造成的出血，

一般可直接加壓止血或搭配止血粉，傷口保持乾淨清潔。

沾止血粉按壓10-15秒 (如Kwik-Stop® or Clotisol®)，寵物店或網路上有售。

至於電燒止血的話(如MediChoice®)，一般建議在麻醉中實施。

較大或需要封閉的傷口可以使用皮釘或組織膠。
(組織膠如3M的 TissueAdhesive Vetbond或 Surgibond Tissue Adhesive)

參考 Critical Care Management for Laboratory Mice p.59